7.19.2.1 Cloroformo (Triclorometano)
El cloroformo se utiliza como disolvente industrial y como intermedio en la fabricación de materiales poliméricos. El principal uso del cloroformo en la actualidad es la producción del refrigerante R-22, comúnmente utilizado en el negocio del aire acondicionado. Los informes de varios laboratorios han demostrado que la nefrotoxicidad aguda del cloroformo depende de la especie, la cepa y el sexo (Eschenbrenner y Miller 1945; Hill et al. 1975; Larson et al. 1993, 1994; Pohl et al. 1984; Smith et al. 1983, 1984; Torkelson et al. 1976), y que los ratones macho son más susceptibles que las ratas, los conejos o los perros, mientras que los ratones hembra son resistentes. La inflamación tubular, la necrosis y los cilindros, localizados principalmente en los túbulos proximales, son los principales cambios histopatológicos en el riñón tras la exposición de los animales de experimentación al cloroformo. La nefrotoxicidad inducida por el cloroformo también se asocia con concentraciones elevadas de nitrógeno ureico en sangre, proteinuria y glucosuria. La captación in vitro de aniones y cationes orgánicos por cortes corticales renales también se ve inhibida por el tratamiento in vivo con cloroformo (Kluwe y Hook 1978). Aunque la exposición humana al cloroformo se ha asociado con oliguria, proteinuria, aumento del nitrógeno ureico en sangre y necrosis tubular renal, se desconoce la dosis umbral para la toxicidad renal aguda del cloroformo en humanos. La localización de la lesión renal humana en los túbulos proximales sugiere un mecanismo común de nefrotoxicidad del cloroformo en la mayoría de las especies de mamíferos.
Se han descrito las vías oxidativa y reductora del metabolismo del cloroformo, aunque los datos in vivo son limitados. El dióxido de carbono es el principal metabolito del cloroformo generado por la vía oxidativa del metabolismo in vivo. La vía oxidativa también genera metabolitos reactivos, incluido el fosgeno (Pohl y Krishna 1978; Pohl et al. 1977), que se determinó in vitro con inducción de fenobarbital (Testai y Vittozzi 1986; Tomasi et al. 1985; Wolf et al. 1977), mientras que la vía reductora genera el radical libre diclorometilcarbeno (determinado in vitro e in vivo, tanto con como sin inducción de fenobarbital). Tanto el metabolismo oxidativo como el reductivo proceden de un paso de activación enzimática dependiente del citocromo P450 (CYP). El equilibrio entre las vías oxidativa y reductora depende de la especie, el tejido, la dosis y la tensión de oxígeno (Ammann et al. 1998; Testai y Vittozzi 1986). En mamíferos intactos, la tensión oxidativa probablemente excluye cualquier metabolismo significativo por la vía reductora (Mansuy et al. 1977; Pohl et al. 1977). El fosgeno se produce por decloración oxidativa del cloroformo a triclorometanol, que se deshidroclora espontáneamente. La deshidrocloración del triclorometanol produce una molécula de ácido clorhídrico, y la hidrólisis del fosgeno produce otras dos moléculas, por lo que se producen tres moléculas de ácido clorhídrico en la conversión del cloroformo en dióxido de carbono (Pohl et al. 1980).
El metabolito electrófilo fosgeno se une covalentemente a los componentes nucleófilos de las proteínas de los tejidos (Uehleke y Werner 1975; Vittozzi et al. 1991). También interactúa con otros nucleófilos celulares y se une en cierta medida a las cabezas polares de los fosfolípidos (Brown et al. 1974; Fry et al. 1972). Alternativamente, el fosgeno reacciona con el agua para liberar dióxido de carbono y ácido clorhídrico (Ahmed et al. 1977; Anders et al. 1978; Pohl et al. 1981). La interacción del fosgeno con el glutatión (GSH) da lugar a la formación de S-clorocarbonilo GSH, que puede interactuar con un GSH adicional para formar ditiocarbonato de diglutatión o formar disulfuro de GSH y monóxido de carbono (Smith y Hook 1984). La incubación de microsomas renales de ratón con GSH aumenta la producción de estos metabolitos a partir del cloroformo y disminuye la unión irreversible a las proteínas y el posterior metabolismo a dióxido de carbono (Vittozzi et al. 1991). El GSH reducido es capaz de barrer esencialmente todos los metabolitos del cloroformo producidos en incubaciones con microsomas de hígado de ratón cuando las concentraciones de cloroformo no son demasiado altas. La importancia relativa de las vías menores del metabolismo del fosgeno depende de la disponibilidad de GSH, de otros tioles y de otros compuestos nucleófilos, como la histidina y la cisteína (Figura 1).
Figura 1. Posibles vías de metabolismo del cloroformo en el riñón.
El metabolismo oxidativo, en el que el CYP2E1 (un sistema de isoenzimas monooxigenasas inducibles por el etanol y presentes en el hígado de los mamíferos, incluidos los humanos) desempeña un papel clave, es probablemente la única vía significativa in vivo a bajas exposiciones, y los datos disponibles indican que el metabolismo oxidativo tiene un papel importante en la toxicidad (Brady et al. 1989; Constan et al. 1999; Guengerich et al. 1991; Nakajima et al. 1995). El papel dominante del CYP2E1 en el metabolismo del cloroformo a metabolitos tóxicos se ha demostrado en estudios que incluyen el tratamiento de animales con inductores o inhibidores de la enzima, así como en estudios en ratones que carecen de CYP2E1 (Brady et al. 1989). Los estudios de inmunoinhibición con proteína monoclonal anti-CYP2E1 han demostrado que el CYP2E1 es responsable del 81% del metabolismo ensayado a una baja concentración de cloroformo (0,5 mmol l-1) en microsomas hepáticos de ratas inducidas por acetona (Ammann et al. 1998). La toxicidad para los hepatocitos de rata y ratón incubados in vitro con cloroformo hasta 5 mmol l-1 se evitó mediante la adición de un inhibidor del CYP2E1 o mediante la reducción de la tensión de oxígeno, lo que subraya la importancia del metabolismo oxidativo en la toxicidad (Dicker et al. 1991; Ingelman-Sundberg et al. 1988; Johansson et al. 1990; Nakajima et al. 1995; Smith et al. 1979; Tsutsumi et al. 1989). La distribución regional de las lesiones hepáticas en ratas y ratones se correlaciona bien con la distribución hepática de CYP2E1 y GSH.
CYP2B1 también puede tener un papel en el metabolismo del cloroformo, aunque es probable que éste sea sólo menor a bajas concentraciones de cloroformo en los tejidos (Nakajima et al. 1995). Sin embargo, a altas concentraciones tisulares (por ejemplo, resultantes de una dosis oral de 0,5 ml kg-1), la hepatotoxicidad del cloroformo se vio dramáticamente potenciada en ratas Wistar tratadas con fenobarbital (un inductor del CYP2B1) pero no en ratas tratadas con n-hexano (un inductor del CYP2E1), en comparación con los controles no inducidos (Lofberg y Tjalve 1986). Un estudio en el que se expuso a ratas al cloroformo demostró que el metabolismo era más activo en el hígado, seguido de la nariz y el riñón. La actividad metabólica se correlacionó con la acumulación de metabolitos.
Aunque la bioactivación del cloroformo a metabolitos nefrotóxicos podría producirse tanto en el hígado como en el riñón, varios estudios han demostrado que la hepatotoxicidad y la nefrotoxicidad inducidas por el cloroformo pueden ser moduladas de forma diferente por diversos tratamientos farmacológicos, químicos u hormonales, lo que sugiere que el cloroformo se bioactiva por mecanismos independientes en el hígado y en el riñón (Bailie et al. 1984). El metabolismo renal del cloroformo por las enzimas P450 se correlaciona bien con la nefrotoxicidad inducida por el cloroformo (Ahmadizadeh et al. 1981; Pohl et al. 1984; Smith et al. 1983). Se ha demostrado la capacidad del CYP2E1 humano para metabolizar el cloroformo in vitro (González y Gelboin 1994). Por lo tanto, los hallazgos de que el nivel de esta enzima en el riñón del ratón macho es significativamente mayor que en el riñón del ratón hembra y que el tratamiento de los ratones hembra con testosterona, que potencia la nefrotoxicidad del cloroformo en los ratones hembra, aumenta significativamente esta enzima en el riñón del ratón hembra (Hu et al. 1993) sugieren un papel para el CYP2E1 renal en la nefrotoxicidad inducida por el cloroformo. El alcance de la expresión de la CYP2E1 en el riñón humano y su regulación por diversos factores genéticos, nutricionales y ambientales queda por determinar. Otras enzimas CYP, además de la CYP2E1, también pueden metabolizar el cloroformo. La disponibilidad de varios CYP humanos con expresión de ADNc debería permitir identificar otras isoformas de CYP que puedan estar implicadas en la bioactivación del cloroformo. Estos estudios pueden ayudar a determinar qué especies animales podrían ser un modelo adecuado para evaluar el riesgo para los seres humanos. Además, dado que las macromoléculas son objetivos de la alquilación del fosgeno, la identificación de objetivos críticos puede permitir una mejor comprensión de cómo la modificación covalente de las macromoléculas renales por el fosgeno puede conducir a la necrosis celular (Anand et al. 2006; Philip et al. 2006). Estudios recientes han demostrado que el cebado subcrónico con cloroformo protege a los ratones de una dosis letal de cloroformo administrada posteriormente. Los autores demostraron que el cebado inicial estimulaba la división celular renal y la reparación del tejido. Esta reparación renal se mantuvo incluso después de la administración de una dosis letal posterior de cloroformo.
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